基因编辑技术在CHO细胞中的应用

目前表达抗体及蛋白主要使用悬浮细胞，但从ATCC得到的原始细胞株为贴壁细胞，因此需经过多次驯化，才能得到无血清培养的悬浮细胞株，满足工程细胞株高密度表达的目的。Namil Lee^[5]通过链特异性RNA-seq策略获得CHO细胞悬浮驯化过程中的转录组图谱，发现在此过程中Igfbp4 和AqpI 基因下调，于是利用CRISPR/Cas9技术靶向敲除CHO-K1细胞的这两个基因，大大缩短了该细胞株的贴壁到悬浮的驯化时间，降低了药物研发成本。Duncan McVey ^[6]等使用CRISPR/Cas9技术靶向敲除TSC2基因，TSC2作为mTORC1的活性抑制剂，阻止mTORC1活性的降低有助于提高细胞的表达。敲除TSC2的细胞株，mTORC1活力上升，表型上细胞直径变大，单细胞表达量提升2倍以上，并且TSC2的敲除并未影响到蛋白及抗体质量。Salina Louie^[7]通过该技术定向敲除CHO细胞中的FUT8基因（编码一种α1，6岩藻糖基转移酶），成功获得了表达无岩藻糖基化单克隆抗体的工程细胞株。随着基因组学发展，对CHO细胞的基因组更加的了解，基因编辑定向改造CHO细胞也越来越方便。Grav利用多突变 CRISPR-Cas9技术在CHO-S细胞中敲除与细胞凋亡相关的FUT8、BAK和BAX基因，与野生型CHO-S 细胞相比，敲除型细胞系显示出更好的抗凋亡能力，在Rituximab药物生产中，抑制细胞凋亡，增加了培养时间，使目的蛋白提高了187倍^[8]。Wilkens在CHO细胞中敲除LDHA，在细胞发酵时防止乳酸积累，从而抑制细胞凋亡，也在Fc融合蛋白中得到应用，使蛋白产量增高2.8倍^[9]。Ley 在CHO-S细胞中敲除代谢相关基因HPD, GAD2，也达到了防止乳酸积累，抑制细胞凋亡的作用^[10]。Xiong在CHO-S利用CRISPR干扰技术敲除BAK, BAX, 和CASP3基因，也可抑制细胞凋亡^[11]。Miao 在CHO-K1细胞中敲除BAK1基因抑制细胞凋亡^[12]，在CHO-K1中敲除TSC2可增强环境适应力^[13]，Jia 在CHO-K1中敲除DNMT3A可提高转基因表达的稳定性^[14]。Lu 在CHO-K1中敲除CYLD基因来抑制细胞凋亡，提高细胞生长活力^[15]。Wang 在CHO-K1中敲除hQSOX1和hSurvivin基因，增加代谢应激，从而诱导内质网中未折叠蛋白反应，防止UPR介导的细胞凋亡，也可提高细胞活率^[16]。